Une technique institutionnelle de transplantation rénale chez le rat

25 mars 2011

Auteurs : M.-O. Timsit, X. Ge, X. Yuan, B. Floerchinger, A. Jurisch, A. Mejean, S. G. Tullius
Référence : Prog Urol, 2011, 3, 21, 173-176

Le modèle de transplantation rénale chez le rat est une méthode classique d’investigation dans le domaine de la transplantation rénale. De nombreuses variantes ont été rapportées sans qu’il n’existe de procédé standard. Nous décrivons une technique institutionnelle simple, utilisée avec succès dans plus de 500 interventions et enseignée à de nombreux étudiants en médecine, internes ou chirurgiens dépourvus d’expérience microchirurgicale antérieure. Notre description illustrée étape par étape devrait permettre une diffusion aisée de cette méthode auprès des étudiants et chercheurs francophones.




 




Introduction


Utilisé depuis plus de 40 ans [1], le modèle de transplantation rénale chez le rat est devenu une méthode classique d'investigation dans le domaine de la transplantation rénale. D'innombrables variantes techniques ont été publiées depuis, visant à améliorer la reproductibilité du modèle, à diminuer l'incidence des complications et à réduire le nombre d'animaux nécessaires pour les expérimentations.

Notre objectif est de décrire ici une technique fiable, déjà utilisée dans plus de 500 interventions et régulièrement enseignée lors de stages de recherches à des étudiants en médecine, internes ou chirurgiens sans expérience microchirurgicale antérieure. Compte tenu de l'extrême diversité des techniques rapportées dans la littérature (anastomoses vasculaires, méthodes de dissection, type de dérivation urinaire, etc.) et de l'absence de supériorité démontrée parmi ces variantes, nous visons à fournir, par cette mise au point, un outil pratique pour les urologues francophones désirant travailler sur ce modèle et s'affranchir des limites du rein isolé perfusé [2].


Matériel et méthodes


En accord avec le règlement interne de Harvard Medical School et de l'Institutionnal Animal Care and Use Committee (IACUC), toutes les procédures étaient conformes au dispositions de la loi fédérale américaine régissant les études animales (animal welfare ), en particulier pour les techniques d'anesthésie, d'analgésie et d'euthanasie que nous ne décrirons pas ici mais qui peuvent être consultées a l'adresse internet suivante : http://www.nal.usda.gov/awic/pubs/noawicpubs/educ.htm.

Les interventions ont été réalisées chez différents types de rats d'environ 200g (DA, Wistar, et Lewis, Charles River Inc.) après anesthésie à l'isoflurane ou à la ketamine. L'utilisation d'une table chauffante était indispensable a la survie d'un animal, en particulier pour le receveur qui subissait dans le même temps une néphrectomie bilatérale.


Technique chirurgicale


Intervention chez le donneur


Après incision xypho-pubienne, (une incision transversale gauche est réalisée lorsque le donneur est sacrifié en fin de procédure, afin de faciliter l'exposition) et éviscération, le tube digestif et la rate sont refoulés à droite, enveloppés dans une compresse humide faisant office de sac à grêle. L'uretère gauche est identifié, sectionné dans sa portion moyenne, et le rein gauche est libéré de ses attaches inférieures, postérieures et externes. À l'aide de deux écouvillons, la veine rénale, une aorte et la veine cave sont disséquées par discision. Alternativement, ce temps peut être réalisé par hydrodissection au sérum physiologique à l'aide d un cathéter de 27G [3]. Deux fils repères, prêts à être noués, sont placés autour de l'aorte sus-rénale et de la terminaison de la veine rénale gauche. Un troisième fil est placé autour de la veine cave et de l'aorte sous-rénale qui ne nécessitent pas d'être séparées l'une de l'autre (Figure 1). Les veines surrénaliennes et gonadiques gauches sont sectionnées entre deux ligatures au fil de soie 6/0. Après injection de 100 unités d'héparine dans les corps caverneux, les trois fils repères sont rapidement noués pour réaliser un clampage sus- et sous-rénal. La veine rénale gauche est sectionnée à son ostium, puis refoulée permettant d'exposer l'aorte interrénale. Le rein gauche est immédiatement rincé par 5cm3 de sérum hépariné injectés par ponction directe de l'aorte interrénale à l'aide d une aiguille de 25G. Après vérification de la bonne décoloration du rein, l'artère est prélevée en emportant un patch aortique et en se méfiant de la présence d'une artère double ou polaire fréquemment rencontrée chez le rat. L'organe est ensuite placé dans un milieu de conservation adapté à l'expérimentation.


Figure 1
Figure 1. 

Prélèvement du rein gauche chez le donneur. Des fils repères sont placés en attente sur l'aorte sus-rénale et la veine rénale. L'aorte et la veine cave sous-rénale sont prises en bloc par une troisième ligature (fil de soie 6/0).




Intervention chez le receveur


Après incision xypho-pubienne et éviscération, le colon est récliné sur la gauche, l'uretère gauche est sectionné, puis le rein gauche totalement libéré de ses attaches rétroperitonéales. La néphrectomie gauche est réalisée après ligature du pédicule dans le hile pour minimiser la dissection des gros vaisseaux. L'aorte et la veine cave sous-rénales sont libérées et mises sur lac après ligature et section des branches lombaires. Le clampage est réalisé à l'aide d'un fil de soie 6/0 noué par une simple demi-clef de part et d'autre de la zone d'implantation ; en effet, dans notre expérience, l'utilisation de clamps métalliques peut gêner l'opérateur lors de la réalisation des anastomoses vasculaires. L'aortotomie et la cavotomie sont accompagnées d'une instillation de sérum hépariné dans la lumière vasculaire. Le transplant est placé en position abdominale basse, à gauche, puis les anastomoses sont réalisées en latéroterminal avec patch pour l'artère et en terminoatéral pour le veine par deux hémi-surjets de monofilament 10/0 (sous microscope opératoire, avec un grossissement×15 à×20). En pratique, le surjet artériel antérieur est réalisé en premier, puis le rein est retourné vers la droite pour exposer le plan initialement postérieur (Figure 2) En revanche, pour la veine, le plan postérieur est réalisé en dedans sans mobilisation de l'organe. Après déclampage, un petit tamponnement permet le plus souvent de tarir un éventuel saignement anastomotique. Le rétablissement de la continuité urinaire est assuré par une anastomose urétéro-urétérale avec cinq à sept points séparés de monofilament 11/0 (grossissement×20 à×30). Après avoir noué les deux points d'angles, deux points intermédiaires sont passés sur chaque face avant d'être liés, permettant une meilleure exposition de la lumière urétérale (Figure 3). La néphrectomie droite est ensuite réalisée et le contenu abdominal réintégré. Le pôle inférieur du transplant est fixé au muscle psoas gauche par un point de monofilament 10/0 passé dans la graisse périrénale. Le péritoine est lavé au sérum physiologique afin d'éliminer débris et poils par irrigation, puis la paroi fermée en deux plans.


Figure 2
Figure 2. 

Transplantation rénale hétérotopique : anastomoses vasculaires. Aortotomie et venotomie cave sous-rénale (a). Le premier point d'angle de l'anastomose artérielle (10/0) est une étape clef de l'exposition (b) puis le surjet antérieur est réalisé de bas en haut (c, d). Le rein est basculé sur la droite de l'animal pour exposer la face postérieure de l'anastomose artérielle (e, f). L'anastomose veineuse est ensuite réalisée par deux hémi-surjets ou un surjet en parachute (g) au monofilament 10/0. Le déclampage est rarement hémorragique (h).




Figure 3
Figure 3. 

Anastomose urétéro-urétérale terminoterminale. Après dissection du manchon périurétéral, la lumière doit être correctement identifiée (a) pour placer idéalement les deux points d'angle (b, c). L'anastomose est ensuite complétée par quatre points séparés de monofilament 11/0 (d). Un doute sur l'étanchéité de la suture impose le placement d'un point supplémentaire pour éviter toute fistule urinaire, fatale à l'animal.





Conclusion


Nous présentons une technique étape par étape, pouvant être appliqué par tout chirurgien, à condition de respecter une période d'apprentissage de cinq à 30 animaux selon l'expérience microchirurgicale antérieure de l'opérateur. Certains artifices peuvent faciliter la réalisation de l'anastomose urétérale [4] pour le débutant mais représentent une perte de temps pour un opérateur expérimenté. Afin que le modèle expérimental soit valide, il nous semble primordial de rester vigilant dans les suites opératoires pour dépister les complications liées au geste chirurgical et assurer une bonne reproductibilité [5].


Conflit d'intérêt


Les auteurs ne déclarent aucun conflit d'intérêt concernant cet article.



 M.-O. Timsit est financé par la Bourse AFU 2009.




Références



Fischer B., Lee S. Microvascular surgical techniques in research, with special references to renal transplantation in the rat Surgery 1965 ;  58 : 904-914
Badet L., Abdennebi H.B., Petruzzo P., McGregor B., Espa M., Hadj-Aissa A., et al. Evaluation of IGL-1, a new organ preservation solution: preclinical results in renal transplantation Prog Urol 2005 ;  15 : 481-488
Martins P.N. Kidney transplantation in the rat: a modified technique using hydrodissection Microsurgery 2006 ;  26 : 543-546 [cross-ref]
Gu Y.L., Dahmen U., Dirsch O., Broelsch C.E. Improved renal transplantation in the rat with a nonsplinted ureteroureterostomy Microsurgery 2002 ;  22 : 204-210 [cross-ref]
Pahlavan P.S., Smallegange C., Adams M.A., Schumacher M. Kidney transplantation procedures in rats: assessments, complications, and management Microsurgery 2006 ;  26 : 404-411 [cross-ref]






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