Effet biologique du sérum humain recueilli avant et après une administration par voie orale de Pygeum africanum , sur diverses cultures de cellules bénignes de la prostate

25 décembre 2012

Auteurs : S. Larré, P. Camparo, E. Comperat, D. Boulbés, M. Haddoum, S. Baulande, P. Soularue, P. Costa, O. Cussenot
Référence : Prog Urol, 2012, 22, 6-13, suppl. HS6

Pygeum africanum (Tadenan®) est un agent phytothérapeutique auquel on a souvent recours dans le traitement symptomatique de l’hypertrophie bénigne de la prostate. Les composants actifs du médicament n’ont pas été identifiés, il est donc impossible de déterminer la concentration plasmatique de ce dernier. Les résultats des études menées sur son efficacité étant contradictoires, nous avons cherché à déterminer son effet sur la croissance in vitro des cellules de la prostate en ayant recours à du sérum humain recueilli avant et après une administration de Pygeum africanum. Nous avons utilisé des cultures primaires et des cultures organotypiques de lignées cellulaires de myofibroblastes stromales prostatiques humaines WPMY et des lignées cellulaires épithéliales prostatiques PNT2, ainsi que des tissus prostatiques bénins frais. Le sérum d’un patient sous traitement a provoqué une diminution de la prolifération des cellules primaires, des cellules organotypiques et des cellules WPMY, mais pas de celle des cellules PNT2. Nous avons également analysé l’effet du sérum traité sur le profil d’expression génique des cellules WPMY. L’analyse du transcriptome a révélé une régulation à la hausse des gènes impliqués dans de multiples voies de suppression de tumeur et une régulation à la baisse des gènes impliqués dans les voies de l’inflammation et du stress oxydatif. L’administration de Pygeum africanum par voie orale a abouti à des taux sériques de substances actives suffisants pour inhiber la prolifération de cultures cellulaires myofibroblastiques prostatiques. Cette inhibition a été accompagnée de modifications au sein du transcriptome.

Asian Journal of Andrology prépublication en ligne 26 décembre 2011 ; doi : 10.1038/aja.2011.132


Mots clés : Hyperplasie prostatique bénigne ; , Culture organotypique ; , Culture primaire ; , PNT2 ; , Pygeum africanum ; , Transcriptome ; , WPMY



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Publication originale : Larré S, et al. Biological effect of human serum collected before and after oral intake of Pygeum africanum on various benign prostate cell cultures. Asian Journal of Andrology 2012;14:499-504.





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Introduction


Les agents phytothérapiques sont considérés depuis des siècles comme un traitement de première intention de l’hypertrophie bénigne de la prostate (HBP) en Asie, en Afrique et en Inde  [1]. En Europe, Pygeum africanum (PA), commercialisé sous le nom de Tadenan®, est un agent phytothérapeutique auquel on a recours depuis plus de 30 ans  [1]. Le PA est extrait de l’écorce du prunier d’Afrique, Prunus africana, un arbre à feuillage persistant de la famille des Rosacées, originaire des régions montagneuses de l’Afrique subsaharienne et de l’île de Madagascar. De nombreuses études fondamentales et cliniques ont été effectuées afin d’évaluer l’efficacité clinique du PA ; elles ont donné des résultats contradictoires.


Chez les animaux, le PA améliore la contractilité de la vessie, a un effet anti-inflammatoire, diminue la production de leucotriènes et des autres métabolites issus de l’activité de la 5-lipoxygénase, inhibe la production de fibroblastes, affecte les androgènes surrénaliens, et restaure l’activité sécrétoire de l’épithélium de la prostate  [2], [3]. On a dernièrement démontré les effets antiprolifératifs et anti-apoptotiques du PA en ayant recours à des cellules prostatiques bénignes humaines fraîches  [4], [5], et à des lignées cellulaires humaines prostatiques cancéreuses LNCaP et PC-3  [6].


Les résultats d’une méta-analyse portant sur 18 études suivies randomisées, auxquelles plus de 1 500 hommes ont été soumis, indiquent que le PA améliore modérément les symptômes et les mesures de flux par rapport à des placebos  [1]. Ces études étaient cependant de courte durée, de taille réduite, faisaient appel à diverses doses et préparations avec une réponse placebo élevée, et les résultats étaient rarement obtenus en utilisant des mesures d’efficacité homologuées et standardisées  [7].


Les études fondamentales n’ont pas permis d’identifier les agents actifs du PA, même si plusieurs cibles moléculaires ont été évoquées. On a émis l’hypothèse selon laquelle les effets seraient dus à des flavonoïdes, au bêta-sitostérol, au campestérol, à l’acide atrarique ou au N-butylbenzenesulfonamide présents dans les extraits de PA. Les mécanismes précis sont inconnus, mais il a été démontré in vitro que l’acide atrarique et le N-butylbenzènesulfonamide sont de puissants inhibiteurs du récepteur des androgènes et de la croissance cellulaire, et qu’ils pourraient servir au développement du médicament  [8].


Le manque d’études cliniques randomisées, le fait que les agents actifs n’aient pas été identifiés et l’absence de preuves selon lesquelles l’absorption par voie orale du médicament provoque des concentrations suffisantes d’agents actifs dans le sang, font douter de l’efficacité clinique du PA.


Nous avons donc cherché à tester l’hypothèse selon laquelle la croissance cellulaire de la prostate diminuerait à cause du sérum humain recueilli après la prise de PA.


Nous avons exposé des cultures de différentes cellules prostatiques bénignes humaines au sérum recueilli avant (HS1) et après (HS2) une prise de PA par voie orale, et nous avons évalué l’effet des sérums sur la prolifération cellulaire et sur l’expression de l’ARN à partir d’un génome entier d’ARN.



Matériels et méthodes


Le sérum


Le sérum utilisé pour les cultures a été recueilli sur un Caucasien de 46 ans, ne souffrant ni de symptômes des voies urinaires basses ni de HBP clinique ; son niveau d’antigène prostatique était de 1,2 ng ml−1 et son taux sanguin de testostérone était de 8 nmol L−1. Le premier prélèvement sanguin (HS1), a été réalisé après une nuit de jeûne et le second (HS2) dans les mêmes conditions, après une prise de Tadenan® par voie orale (extrait de Pygeum africanum, laboratoire Solvay Pharma, Garches, France), soit 50 mg de PA deux fois par jour pendant 5 jours. Les sérums ont été congelés à -20 °C après élimination des cellules sanguines par centrifugation. Les sérums ont été dilués à des concentrations de 5 %, 10 % et 15 %, puis utilisés dans le milieu de culture des différentes cultures cellulaires, comme indiqué ci-dessous. Un consentement écrit a été fourni après approbation par le comité d’éthique local.


Culture cellulaire primaire


On a préparé des cultures primaires de fibroblastes et de myofibroblastes prostatiques à partir de cinq échantillons de HBP différents histologiquement confirmés. Les échantillons ont été prélevés au moment de l’opération sur cinq hommes qui avaient subi une adénomectomie par voie sus-pubienne pour HBP. Chaque échantillon a été analysé séparément. On a également eu recours à deux lignées cellulaires prostatiques bénignes immortalisées : PNT2, développée par notre équipe à partir d’un épithélium (disponible dans la Collection européenne ECACC), et WPMY, à partir d’un myofibroblaste (disponible dans la collection américaine ATCC).


Nous avons utilisé le modèle décrit par Boulbès et al.  [4]. Pour résumer, pour chaque expérience, 1 000 cellules provenant de chaque culture ont été ensemencées dans un puits, dans une plaque 96 puits, et cultivées pendant 48 h, en ayant recours à un milieu de culture de sérum de veau fœtal, les 24 premières heures, sans sérum de veau fœtal, et les 24 heures suivantes, avec de la 5-bromo-2’-désoxyuridine. Le milieu de culture contenait du sérum humain concentré à 5 %, 10 % et 15 %. Les milieux ont été préparés avec du sérum recueilli avant et après la prise de PA par voie orale (HS1 ou HS2). La prolifération basale a été mesurée à l’aide de cellules cultivées exclusivement dans un milieu de culture MCDB 131 pour les cellules PMF, et exclusivement dans un milieu de culture RPMI pour les cellules PNT2 et WPMY. Les cellules PMF ont été utilisées lors du second passage.


Les cellules ont ensuite été fixées et perméabilisées avec de l’éthanol d’acide, et l’ADN a été dénaturé par chauffage dans une solution de formamide et de citrate trisodique. Les tests de prolifération ont été réalisés avec l’Étiquetage 5-bromo-2’-désoxyuridine et le Kit de Détection III (Roche Diagnostics, Mannheim, Allemagne), conformément aux instructions du fabricant. Le niveau d’incorporation de la 5-bromo-2’-désoxyuridine a été mesuré à l’aide d’un lecteur de plaque de microtitration à 405 nm, avec une longueur d’onde de référence à 490 nm. Un contrôle non spécifique (cellules sans la 5-bromo-2’-désoxyuridine) a été réalisé, et l’absorbance à 405 nm a été soustraite de chaque valeur expérimentale, qui a ensuite été reportée avec le contrôle négatif correspondant arbitrairement placé à 1. La luminescence a été mesurée dans un compteur Wallace JET1450 (PerkinElmer, Waltham, MA, États-Unis) et analysée avec le logiciel Microbeta Workstation (PerkinElmer). Les expériences et les contrôles ont été répétés à trois reprises pour les cultures cellulaires immortalisées et à cinq reprises pour les cultures primaires.


Cultures organotypiques


On s’est servi du principe du modèle de Papini et al.  [9] et on l’a adapté en ayant recours à une base de culture d’alginate avec des noyaux HBP de 5 mm de longueur et de 1,3 mm de largeur. Nous avons utilisé les mêmes échantillons HBP que lors de nos tests sur les cellules de culture primaire. Les noyaux prostatiques ont été placés dans des plaques de six puits avec des éponges d’alginate. Les plaques ont été incubées pendant 48 h avec du RPMI sans sérum, et pendant 72 h avec des sérums recueillis avant ou après la prise de PA par voie orale (HS1 ou HS2) à des concentrations de 5 %, 10 % et 15 %.


L’immunocoloration a été réalisée sur des sections de 3-µm obtenues à partir de blocs de tissus inclus en paraffine et fixés au formol acétique original. Le démasquage antigénique par la chaleur a été effectué dans du citrate 0,1 mol l−1, pH 6,0, dans un bain d’eau, pendant 30 min. Nous avons utilisé un colorateur automatique Dako (Dako, Glostrup, Danemark) avec un système de blocage des biotines, un système de détection à la peroxydase, et de la diaminobenzidine comme chromogène. Les échantillons ont été incubés avec des anticorps des Mib-1 (M7240, 1/50 ; Dako) pendant 30 min à température ambiante. Les préparations ont été ensuite contre-colorées à l’hematoxyline. Les contrôles nécessaires ont été réalisés, autant positifs que négatifs. L’immunoréactivité a été évaluée de manière quantitative à partir d’au moins 200 cellules pour chaque échantillon. Seul le marquage nucléaire a été pris en considération, et on a analysé le rapport entre le nombre de cellules positives et le nombre total de cellules. Les expériences et les contrôles ont été répétés cinq fois.


Analyse statistique


Les indices de prolifération ont été comparés en utilisant le test non paramétrique de Wilcoxon. Les résultats ont été considérés comme étant significatifs si p < 0,05.


Analyse du transcriptome


L’analyse du transcriptome a été réalisée avec des cellules WPMY car la croissance cellulaire n’était pas visible avec des cellules PNT2. Les cellules ont été cultivées dans deux flacons de 75 ml. À subconfluence, les cellules ont été cultivées dans un milieu RPMI sans sérum pendant 24 h, puis avec du sérum HS1 ou HS2 à 10 % pendant 48 h. Les cellules ont été congelées à -80 °C avant l’extraction de l’ARN, conformément aux instructions du fabricant (QIAamp Blood RNA Blood Mini Kit ; Qiagen, Valencia, CA, États-Unis). L’ARN a été analysé par 55 000 sondes Affymetrix HG-U133 2.0 PLUS, et l’expression de la transcription a été analysée avec l’algorithme MAS5. Les paires de sondes dans lesquelles au moins l’une des deux sondes avait un niveau trois fois supérieur à celui du bruit ambiant (3-150) ont été sélectionnées. Parmi ces paires, on a considéré qu’une sonde du groupe HS2 avait une régulation à la hausse si son niveau était au moins deux fois supérieur à celui de la sonde correspondante dans le groupe HS1. Inversement, on a considéré qu’une sonde du groupe HS2 avait une régulation à la baisse si son niveau était au moins inférieur de moitié à celui de la sonde correspondante dans le groupe HS1. L’analyse des gènes et des voies métaboliques a été réalisée à l’aide du logiciel Ingenuity Pathway Analysis (

cliquez ici) et en consultant PubMed.



Résultats


L’effet de HS1 et de HS2 sur les cellules myofibroblastes WPMY est illustré ci-dessus en 1a. On a constaté une diminution dans les indices moyens de la prolifération cellulaire avec le sérumHS2 (1,1 contre 1,3, p < 0,05). L’effet du sérum HS2 a été visible lorsque l’on a utilisé des concentrations sériques de 10 % et 15 % (1,2 contre 1,5, p < 0,05) mais pas lorsque ces dernières étaient de 5 % (1,01 contre 1,04).


L’effet de HS1 et de HS2 sur les cellules épithéliales PNT2 est illustré dans la figure 1b. On n’a pas constaté de différence significative dans la prolifération cellulaire entre les deux groupes (1,15 contre 1,13), et l’effet du sérum était globalement négligeable quelle que soit sa concentration. Les effets de HS1 et HS2 sur les cellules PMF sont illustrés dans la figure 1c. On a constaté une diminution significative de la prolifération des cellules PMF, quelle que soit la concentration du sérum, dans le groupe HS2 par rapport au groupe HS1 (1,3 contre 1,6, p < 0,001). L’effet a été plus prononcé avec une concentration de sérum à 15 % (1,2 contre 1,8). Les effets de HS1 et de HS2 sur les cultures organotypiques sont illustrés dans la figure 1d. On a constaté une diminution du taux d’anticorps MIB-1 avec HS2, quelle que soit la concentration sérique (1,9 contre 2,9, p < 0,001). L’effet était moindre lorsque la concentration HS2 était plus forte. Les effets sur le transcriptome et les sondes, que l’activité ait été régulée à la hausse ou à la baisse, et leurs gènes correspondants figurent au Tableau 1. 25 gènes étaient exprimés de manière différentielle lorsque le sérum était utilisé après l’ingestion de PA. 13 gènes étaient sous-exprimés étant donné la croissance d’une tumeur spécifique, la biosynthèse des acides gras et le transport des microtubules et des protéines, les réactions au stress (inflammatoires et oxydatives), la transduction du signal et l’organisation du cytosquelette. Les 12 autres gènes étaient surexprimés étant donné la régulation de la transcription, le catabolisme de l’ARNm, les réponses au stress, le transport intracellulaire des protéines par les vésicules, les facteurs de croissance des fibroblastes et la présence d’autres récepteurs tyrosine kinase (indirectement), le facteur de croissance transformant bêta (TGF), les voies de signalisation et les gènes suppresseurs de tumeurs.



Discussion


Les résultats obtenus à partir de diverses cultures HBP se développant en présence de sérum d’un homme traité par PA corroborent les résultats précédents portant sur l’application directe de PA sur des souris  [10] ou sur des fibroblastes prostatiques humains  [4], [5]. Le principal point faible de la pharmacologie du PA et des études cliniques est le fait que l’on ne connaît pas exactement le composant responsable de son effet ; il n’a donc jamais été démontré que les niveaux de PA dans le sérum et dans la prostate sont, après absorption du produit par voie orale, aussi élevés que ceux utilisés in vitro ou dans des études sur des animaux. Pour résoudre ce problème, nous avons utilisé le sérum d’un homme avant et après la prise de PA par voie orale. Cette étude est la première à démontrer que le sérum d’un homme traité par PA pourrait induire une réaction dans les cellules prostatiques, avec une modification correspondante du transcriptome et une inhibition de la croissance des cellules de la prostate. Néanmoins, étant donné que les expériences ont été réalisées avec le sérum d’un seul homme, ce qui limite la portée de cette étude, nos résultats ne peuvent être généralisés, car l’absorption et le métabolisme du médicament sont différents selon les individus.


L’effet sur les cellules prostatiques est confirmé par de nombreux aspects de notre étude. L’effet inhibiteur sur la croissance cellulaire, quel que soit le type de croissance des cellules de la prostate, étaye la validité de ces conclusions, en particulier celles obtenues à partir de cellules prostatiques fraîches, provenant de cinq individus différents, et de cultures organotypiques 3D, plus proches des conditions in vivo que les cultures de lignées cellulaires régulières  [4], [9]. Les cellules prostatiques fraîches étaient davantage susceptibles de proliférer en présence de sérum normal que des cellules immortalisées, ce qui correspond aux conclusions précédentes  [4]. Les cultures primaires et organotypiques peuvent, par conséquent, être utiles pour analyser les effets de différents médicaments sur la prolifération cellulaire de la prostate si elles sont cultivées avec du sérum humain. Aucun effet du PA sur les cellules épithéliales prostatiques PNT2 n’a été observé. L’effet prolifératif a été minime pour les deux types de sérum ; il faut peut-être que la culture dure plus longtemps pour que l’efficacité soit avérée. L’effet sur la prolifération des cellules WPMY n’a été observé qu’avec les concentrations sériques les plus élevées. Un effet similaire du PA sur des cellules PMF et sur des cellules épithéliales rénales canines Madin-Darby exposées à de telles concentrations de PA avait déjà été observé  [4].


Il est donc probable que le PA joue davantage sur la croissance des myofibroblastes que sur la croissance des cellules épithéliales HBP, ce qui corrobore les résultats antérieurs obtenus sur des rats  [10]. Ceci peut également indiquer que le sérum humain n’est pas un milieu de culture approprié pour les cellules épithéliales prostatiques, ce qui souligne à nouveau la relation étroite liant l’épithélium et le stroma au cours de la croissance de la prostate  [11].


L’effet du PA sur des lignées cellulaires cancéreuses a également été signalé. Moins de cancers de la prostate chez des souris TRAMP traitées par PA ont été observés  [6], ce qui prouve que le PA a un effet sur la croissance pathologique générale de la prostate. Nos résultats suggèrent également que l’expression du gène est modifiée suite à l’exposition au PA, ce qui appuie l’hypothèse selon laquelle le sérum contiendrait suffisamment de substance médicamenteuse pour induire un effet. Il faudrait procéder à d’autres expériences, comme par exemple mesurer l’ARN et les niveaux de protéines de chaque patient, puis répéter les tests en utilisant des sérums provenant de plusieurs individus, pour confirmer individuellement chaque gène candidat. Néanmoins, cette analyse génétique a identifié des gènes candidats pertinents dans un contexte de réduction de la croissance cellulaire. L’effet sur les cellules prostatiques est également confirmé par l’analyse du transcriptome car des modifications majeures ont en effet été observées dans les voies signalées précédemment comme étant impliquées dans l’HBP  [12]. Nous avons observé une régulation à la hausse des gènes liés à la suppression des tumeurs (KRIT1, SMG-1), et une régulation à la baisse des gènes impliqués dans l’inflammation et dans le stress oxydatif. On a émis l’hypothèse selon laquelle KRIT1 serait un gène suppresseur de tumeur  [13], et que SMG-1 pourrait phosphoryler p53, ce dernier étant un gène suppresseur de tumeur impliqué dans de nombreux cancers  [14].


Une régulation négative des oncogènes a également été observée. RASEF appartient à la famille des RAS oncogènes et est impliqué dans divers aspects du transport membranaire intracellulaire, y compris dans l’exocytose  [15]. Ce gène est peu connu, mais son rôle serait plus important dans les cas de mélanome malin cutané héréditaire  [16], ce qui indique qu’il pourrait avoir un rôle oncogène.


D’autres gènes peuvent également être liés au développement des tumeurs. Il a été démontré que MALAT-1 est associé de manière significative au risque de métastases dans le cancer du poumon non à petites cellules, et ce à un stade précoce  [17]. C1orf181 serait un antigène du cancer du sein  [18]. ASNS est associé au cancer du pancréas et de l’estomac, ainsi qu’à la progression du cycle cellulaire  [19], [20]. KLC1 serait impliqué dans les tumeurs du rein et du sein associés à la protéine suppresseur de tumeur VHL, ainsi que dans la synthèse et dans l’entretien des cils primaires  [21].


Les mécanismes inflammatoires et les réponses au stress ont également été influencés par le sérum traité, comme le démontrent la surexpression du gène SMG1 et la régulation à la baisse des gènes TPST1 et MPV17L ; ces derniers ont effectivement régulé négativement la production d’espèces réactives de l’oxygène  [22]. Parmi les espèces d’oxygène réactif, H2O2 a été qualifié de second messager pour divers agents physiologiquement actifs, tels que le facteur TGF-bêta et le facteur de croissance de l’épiderme, tous deux étant impliqués dans les processus de l’HBP.


Les gènes tyrosine kinase seraient impliqués dans l’HBP et dans le cancer de la prostate  [12]. ZEB2, dont la régulation positive a été démontrée, joue un rôle crucial dans la régulation de la signalisation des TGF-bêta  [23]. Cet effet peut être lié au β-sitostérol, qui a pu induire significativement l’expression et la sécrétion des TGF-beta1 dans des cultures primaires de l’HBP  [24].


La surexpression du premier récepteur de la famille des récepteurs facteurs de croissance des fibroblastes (FGFR1), qui est en l’occurrence un récepteur tyrosine kinase, met en évidence l’impact fréquent des membres de la famille des facteurs de croissance des fibroblastes sur l’HBP  [8], [11], [25]. Néanmoins, la surexpression de FGFR1 dans un contexte général de réduction de la prolifération est surprenante. Des données supplémentaires seront nécessaires pour interpréter correctement ce résultat ; il a en effet été signalé que la surexpression de FGFR1 serait associée à la prolifération des lésions de la prostate, aussi bien bénignes que cancéreuses.


Dans l’ensemble, les résultats de cette analyse du transcriptome semblent indiquer que le médicament a été efficace sur les cellules prostatiques, en particulier sur les voies habituellement impliquées dans l’HPB  [12]. Aucune conclusion définitive n’a toutefois pu être tirée sur les différents gènes régulés positivement ou négativement car le PCR n’a pas confirmé ces résultats. Là encore, l’objectif était de montrer que l’absorption de PA a bel et bien un effet sur les cellules prostatiques et non pas d’élucider les mécanismes sous-jacents. Un autre objectif consistait à décrire une méthode originale visant à étudier l’effet de divers médicaments phytothérapeutiques de composition inconnue sur la croissance des cellules de la prostate, méthode que l’on pourrait utiliser pour déterminer les mécanismes sous-jacents.


La prise de PA par voie orale pourrait permettre d’atteindre des taux sériques de substances actives suffisants pour induire une modification du transcriptome et l’inhibition de la croissance des myofibroblastes prostatiques. Néanmoins, nos résultats ne doivent pas être interprétés comme une justification de l’utilité thérapeutique du PA, mais comme une preuve de l’idée selon laquelle l’absorption par voie orale de PA pourrait fournir à la prostate des concentrations suffisantes de substances actives.



Contributions des auteurs


SL a réalisé l’interprétation et l’analyse des données, ainsi que la rédaction du manuscrit. PC, EC et DB ont effectué les expériences sur les cultures cellulaires. MH était chargé de la conception de l’étude et de l’analyse des données. SB et PS ont réalisé l’expérimentation et l’analyse du transcriptome. PC a interprété les données et a relu le manuscrit. OC était chargé de la conception de l’étude, de la collecte du sérum et de la relecture du manuscrit.



Financement


MH travaille pour Solvay Pharma. PC est conseillé consultant pour Solvay Pharma.



Remerciements


Solvay Pharma nous a fourni une aide financière illimitée.


Références


[1]
TIshani A, MacDonald R, Nelson D, Rutks I, Wilt TJ. Pygeum africanum for the treatment of patients with benign prostatic hyperplasia: a systematic review and quantitative meta-analysis. Am J Med 2000;109:654-64.
[2]
Buck AC. Is there a scientific basis for the therapeutic effects of serenoa repens in benign prostatic hyperplasia? Mechanisms of action. J Urol 2004;172:1792-9.
[3]
Levin RM, Das AK. A scientific basis for the therapeutic effects of Pygeum africanum and Serenoa repens. Urol Res 2000;28:201-9.
[4]
Boulbès D, Soustelle L, Costa P, Haddoum M, Bali JP, Hollande F, et al. Pygeum africanum extract inhibits proliferation of human cultured prostatic fibroblasts and myofibroblasts. BJU Int 2006;98:1106-13.
[5]
Quiles MT, Arbos MA, Fraga A, de Torres IM, Reventos J, Morote J. Antiproliferative and apoptotic effects of the herbal agent Pygeum africanum on cultured prostate stromal cells from patients with benign prostatic hyperplasia (BPH). Prostate 2010;70:1044-53.
[6]
Shenouda NS, Sakla MS, Newton LG, Besch-Williford C, Greenberg NM, MacDonald RS, et al. Phytosterol Pygeum africanum regulates prostate cancer in vitro and in vivo. Endocrine 2007;31:72-81.
[7]
Madersbacher S, Alivizatos G, Nordling J, Sanz CR, Emberton M, de la Rosette JJ. EAU 2004 guidelines on assessment, therapy and follow-up of men with lower urinary tract symptoms suggestive of benign prostatic obstruction (BPH guidelines). Eur Urol 2004;46:547-54.
[8]
Roell D, Baniahmad A. The natural compounds atraric acid and N-butylbenzenesulfonamide as antagonists of the human androgen receptor and inhibitors of prostate cancer cell growth. Mol Cell Endocrinol 2011;332:1-8.
[9]
Papini S, Rosellini A, de Matteis A, Campani D, Selli C, Caporali A, et al. Establishment of an organotypic in vitro culture system and its relevance to the characterization of human prostate epithelial cancer cells and their stromal interactions. Pathol Res Pract 2007;203:209-16.
Yablonsky F, Nicolas V, Riffaud JP, Bellamy F. Antiproliferative effect of Pygeum africanum extract on rat prostatic fibroblasts. J Urol 1997;157:2381-7.
Ropiquet F, Berthon P, Villette JM, Le Brun G, Maitland NJ, Cussenot O, et al. Constitutive expression of FGF2/bFGF in non-tumorigenic human prostatic epithelial cells results in the acquisition of a partial neoplastic phenotype. Int J Cancer 1997;72:543-7.
Descazeaud A, Rubin MA, Hofer M, Setlur S, Nikolaief N, Vacherot F, et al. BPH gene expression profile associated to prostate gland volume. Diagn Mol Pathol 2008;17:207-13.
Verlaan DJ, Davenport WJ, Stefan H, Sure U, Siegel AM, Rouleau GA. Cerebral cavernous malformations: mutations in Krit1. Neurology 2002;58:853-7.
Abraham RT. The ATM-related kinase, hSMG-1, bridges genome and RNA surveillance pathways. DNA Repair (Amst) 2004;3:919-25.
Shintani M, Tada M, Kobayashi T, Kajiho H, Kontani K, Katada T. Characterization of Rab45/RASEF containing EF-hand domain and a coiled-coil motif as a self-associating GTPase. Biochem Biophys Res Commun 2007;357:661-7.
Jonsson G, Bendahl PO, Sandberg T, Kurbasic A, Staaf J, Sunde L, et al. Mapping of a novel ocular and cutaneous malignant melanoma susceptibility locus to chromosome 9q21.32. J Natl Cancer Inst 2005;97:1377-82.
Muller-Tidow C, Diederichs S, Thomas M, Serve H. Genome-wide screening for prognosis-predicting genes in early-stage non-small-cell lung cancer. Lung Cancer 2004;45 (Suppl 2) S145-50.
Scanlan MJ, Gout I, Gordon CM, Williamson B, Stockert E, Gure AO, et al. Humoral immunity to human breast cancer:antigen definition and quantitative analysis of mRNA expression. Cancer Immun 2001;1:4.
Takikawa M, Akiyama Y, Maruyama K, Suzuki A, Liu F, Tai S, et al. Proteomic analysis of a highly metastatic gastric cancer cell line using two-dimensional differential gel electrophoresis. Oncol Rep 2006;16:705-11.
Cui H, Darmanin S, Natsuisaka M, Kondo T, Asaka M, Shindoh M, et al. Enhanced expression of asparagine synthetase under glucose-deprived conditions protects pancreatic cancer cells from apoptosis induced by glucose deprivation and cisplatin. Cancer Res 2007;67:3345-55.
Lolkema MP, Mans DA, Snijckers CM, van Noort M, van Beest M, Voest EE, et al. The von Hippel-Lindau tumour suppressor interacts with microtubules through kinesin-2. FEBS Lett 2007;581:4571-6.
Iida R, Yasuda T, Tsubota E, Takatsuka H, Matsuki T, Kishi K. Human Mpv17-like protein is localized in peroxisomes and regulates expression of antioxidant enzymes. Biochem Biophys Res Commun 2006;344:948-54.
Postigo AA. Opposing functions of ZEB proteins in the regulation of the TGFbeta/BMP signaling pathway. EMBO J 2003;22:2443-52.
Kassen A, Berges R, Senge T. Effect of beta-sitosterol on transforming growth factorbeta-1 expression and translocation protein kinase C alpha in human prostate stromal cells in vitro. Eur Urol 2000;37:735-41.
Fromont G, Chene L, Latil A, Bieche I, Vidaud M, Vallancien G, et al. Molecular profiling of benign prostatic hyperplasia using a large scale real-time reverse transcriptase-polymerase chain reaction approach. J Urol 2004;172:1382-5.




1
Publication originale : Larré S, et al. Biological effect of human serum collected before and after oral intake of Pygeum africanum on various benign prostate cell cultures. Asian Journal of Andrology 2012;14:499-504.







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